Коллектив авторов - Теоретические основы и практическое применение методов иммуногистохимии

Патогистологический материал, включая операционные биопсии, желательно фиксировать в нейтральном формалине (параформальдегиде) или цинк-формалине, который по времени фиксации и обеспечению способности препаратов к восприятию обзорных окрасок полностью подобен обычному формалину. Простой (не нейтрализованный) формалин, приготовленный из концентрированного формальдегида 1: 9, использовать нежелательно.

В научных исследованиях, когда требуются максимально высокое качество гистологического препарата и хорошая сохранность антигенов, следует помимо цинк-формалина использовать и другие фиксаторы, предназначенные для применения в ИГХ (см. Приложение 1). При проведении экспериментальных исследований в отдельных случаях может понадобиться перфузионная фиксация (способ, когда фиксирующая жидкость вводится через артериальное русло). Обычно после применения альдегидных фиксаторов наступает перекрестная сшивка белковых молекул, что ведет к ухудшению выявляемости антигенов и вызывает необходимость их протеолитического или теплового демаскирования. Наш опыт показывает, что применение «мягкой» фиксации (фиксация в этанол-формальдегиде при концентрации последнего 0,5 – 1,0 % в течение 12 – 24 ч и фиксация в цинк-этанол-формальдегиде до 24 ч) не приводит к существенному ослаблению иммуноцитохимической реакции на белки промежуточных филаментов, α-актин, коллаген IV типа, ламинин, фибронектин (Коржевский Д. Э. [и др.], 2001), белки PCNA (Коржевский Д. Э., 2000), Bcl-2 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2002), CD31 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006б), CD68 (Коржевский Д. Э., 2001), ядерный белок NeuN (Коржевский Д. Э. [и др.], 2005) и не требует демаскирования антигена.

Коагулирующие фиксаторы (спирты и различные спиртовые композиции) дают лучшие результаты при фиксации белков и гликопротеидов с большой молекулярной массой. Так, оптимальной фиксацией для определения виментина является жидкость Карнуа (один из коагулирующих фиксаторов). При фиксации нервной ткани предпочтительна непродолжительная (до 24 ч) фиксация в цинк-этанол-формальдегиде (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006а), который не только хорошо сохраняет многие антигены, но и дает возможность получить отличные результаты при окраске по Нисслю. Для фиксации небольших пептидов (инсулина и др.), малых молекул и гаптенов (например, моноаминов) рекомендуется использовать альдегидные фиксаторы, поскольку в коагулирующих фиксирующих средах возможно частичное растворение либо диффузия низкомолекулярных антигенов.

После окончания фиксации остатки фиксирующих веществ необходимо удалить из материала, тщательно промыв его в дистиллированной воде (после формалина и цинк-формалина) или этаноле (после коагулирующих фиксаторов и спиртовых смесей). Заливка должна быть осуществлена в течение 2 – 5 сут после завершения фиксации. Это обеспечивает максимальную сохранность антигенов и их хорошую выявляемость в препаратах. При использовании архивного материала, длительно фиксировавшегося в формальдегидных фиксаторах либо хранившегося в 80 % этаноле, тепловое демаскирование следует проводить обязательно для всех типов антигенов, которые при этом не подвергаются разрушению, и использовать вторичные системы детекции высокой чувствительности.

Степень «жесткости» альдегидной фиксации и пригодность архивного материала для ИГХ-исследования удобно контролировать, используя тест-реакцию с моноклональными антителами к виметину (клон V9). Антитела клона V9 выявляют чувствительный к перефиксации эпитоп этого белка ПФ. Поскольку клетки, содержащие виментин (фибробласты, эндотелиоциты, менингоциты и др.), присутствуют в любом гистологическом объекте, за редким исключением, отрицательные результаты пробной ИГХ-реакции на виментин будут указывать на малую пригодность материала для ИГХ в целом. При обезвоживании материала не следует применять изопропанол, который делает объекты хрупкими и плохо поддающимися резке на микротоме. В качестве промежуточных сред могут быть использованы: хлороформ, петролейный эфир, ортоксилол, метилсалицилат, метилбензоат, неоптическое кедровое масло, пихтовое масло, терпинеол. Заливку можно проводить, используя парафин любых коммерческих марок, лучше известных производителей, как отечественных, так и зарубежных. При этом не следует применять парафин с высокой температурой плавления (58 – 60 °C). При заливке не рекомендуется использовать температуры выше 60 °C.

Заливка в целлоидин и целлоидин-парафин нежелательна, так как приводит к развитию неспецифической фоновой окраски в ходе выявления пероксидазы диаминобензидином. В случае необходимости применения целлоидина перед постановкой реакций его следует удалить из срезов жидкостью Никифорова (спирт-эфиром).